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Práctica #6 El Examen Coproparasitoscópico Y Coprológico Introducción

El documento describe diferentes técnicas para realizar exámenes coprológicos y coproparasitoscópicos, incluyendo observación microscópica directa, métodos de concentración como flotación y sedimentación, y pruebas químicas. El objetivo es entrenar al estudiante en estas técnicas para el diagnóstico de parasitosis intestinales.

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Práctica #6 El Examen Coproparasitoscópico Y Coprológico Introducción

El documento describe diferentes técnicas para realizar exámenes coprológicos y coproparasitoscópicos, incluyendo observación microscópica directa, métodos de concentración como flotación y sedimentación, y pruebas químicas. El objetivo es entrenar al estudiante en estas técnicas para el diagnóstico de parasitosis intestinales.

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PRÁCTICA Nº 6

EL EXAMEN COPROPARASITOSCÓPICO Y COPROLÓGICO

Introducción:

El examen de las heces comprende dos grandes capítulos de la investigación analítica


clínica: la coprolología quimicofuncional y el examen coproparasitoscópico. Para que el
diagnóstico por el laboratorio pueda servir para confirmar y/o reorientar al médico, es
conveniente: a) instruir cuidadosamente al paciente de la recolección, b) contar con
conocimientos fisicoquímicos de las metodologías a seguir y de la biología de los
parásitos que pueden apoyar el trabajo en el laboratorio. En el caso del examen
coprológico se debe de realizar en muestras de 10 horas de ser emitidas a efectos de
poder apreciar el proceso digestivo y del análisis químico de la muestra.

Al realizar el examen coproparasitoscópico es necesario saber diferenciar los artefactos,


de los trofozoitos, quistes, ooquistes, huevos y estadios juveniles (larvas), que se
encuentran en la materia fecal de un paciente que sufre de una parasitosis intestinal.

Objetivo general:

Adiestrar al alumno en las técnicas más frecuentemente utilizadas para el diagnóstico de


las parasitosis intestinales y el examen coprológico.

Objetivos conductuales:

1. Practicará algunas técnicas coproparasitoscópicas útiles en el diagnóstico de las


parasitosis intestinales.
2. Explicará el fundamento de las diferentes técnicas utilizadas.
3. Identificará los parásitos presentes en las muestras proporcionadas.
4. Diferenciará algunos de los artefactos.
5. Conocerá, al menos una técnica de conservación de muestras con formas parasitarias.
6. Analizará el valor diagnóstico de las técnicas practicadas.
7. Practicará el examen coprológico.

Equipo:
Microscopio compuesto, centrífuga, pantalla para proyección, balanza granataria,
microscopio con equipo para fotografía integrado, micrómetro ocular, cámara.

Material:
Tubos de ensayo de 13X100 y 13X150 mm, frascos tipo "Copropac", agitadores
de vidrio, pipetas Pasteur con bulbo, aplicadores de madera, gradillas, tapones de
goma, algodón, porta y cubreobjetos, cubeta con agua jabonosa, bolsas de plástico
grandes, guantes de látex, caja para preparaciones, propipetas, tiras para la
determinación de pH, detergente.

Reactivos y soluciones: Hipoclorito de sodio al 5%, sol. salina al 0.85%, solución de


Lugol, sulfato de zinc (Densidad: 1.18 o 1.2 ), formol comercial al 10%, éter sulfúrico, o
Hemascreen ®, Tiras indicadoras de pH, , alcohol etílico al 70%, Sudán III, Clinitest® y
ácido acético al 10%.
Material biológico: Muestras de heces con elementos parasitarios, muestras de heces
sin fijar y materia fecal con parásitos. (fresca).

Desarrollo:
1a. Sesión:
1. OBSERVACIÒN DE ARTEFACTOS
Observe con objetivos de 10X y 40X las preparaciones de materia fecal con artefactos.
1. Observación Microscópica: Tamice una porción de heces con agua destilada. Realice
las
siguientes preparaciones para analizarlas al microscopio a 10X y 40X con poca
iluminación,
para la determinación de artefactos:
1.1 Haga una preparación en directo con Lugol, coloque una gota entre porta y
cubreobjetos
para realizar la observación de: Esporas, hongos y polen.
1.2 Haga una preparación en directo con Lugol y realice las observaciones de:
Fibras musculares
Fibras vegetales
Cristales
Jabones
Leucocitos
Eritrocitos
Ácidos grasos
Polen
1.3. Coloque una gota de heces y añada una gota de ácido acético al 10% para observar
fibras
musculares, fibras vegetales, leucocitos, etc.
1.4. Coloque una gota de heces y añada una gota de Sudan III para observar grasas
neutras.
1.5. Coloque una gota de heces y añada una gota de Lugol para observar almidones no
digeridos los cuales se tiñen de color morado o violeta.

2. EXAMEN COPROLÓGICO

2.1 EXAMEN FÍSICO:

Observación macroscópica: El examen habitual de las heces debe de tener en cuentas


las características físicas de éstas como son: color, olor, consistencia, presencia de moco,
sangre, alimentos sin digerir y parásitos macroscópicos.

I. Color: Los valores de referencia son heces de color café claro coloración se debe
principalmente a la estercobilina y el estercobilinógeno. El color puede variar por el tipo de
alimentación.

II. Olor: El olor de referencia (Sui géneris) de las heces se debe a sustancias aromáticas,
principalmente indol y escatol, que derivan de la desaminación y descarboxilación del
triptófano por las bacterias que habitan en el colon.
III. Consistencia: Las heces normales son blandas. La consistencia se reporta como:
líquida, blanda, pastosa y dura.

IV. Moco: Cristalino y abundante indica inflamación del intestino. Con sangre se presenta
en disenterías agudas y enteritis amibiana.

V. Presencia de sangre
Se determinará macroscópicamente la presencia/ausencia de sangre.

2.2. EXAMEN QUÍMICO

I. pH: Normalmente la reacción de las heces es neutra. A una suspensión acuosa de


heces (1:2, con agua destilada) mezclar esperar a que sedimente, introducir la tira
reactiva en el sobrenadante y leer. No es válida si el paciente se encuentra en
tratamiento con antibacterianos.

II. Determinación de azúcares reductores

Se realizará con el equipo Clinitest®. Siga las instrucciones del fabricante, utilice los
tubos de 15X150mm. Recuerde que la reacción es fuertemente espontánea y libera
mucho calor. Utilice la misma dilución de la materia fecal 1:2 que utilizó para medir pH.
En un tubo de 15X150 mm agregue 15 gotas de la dilución. Sin agitar incorpore la
pastilla de Clinitest, espere a que termine la reacción efervescente de la pastilla y
compare el color del sedimento con el patrón de colores del fabricante.

III. Determinación de sangre oculta

Existen varios métodos para la determinación de sangre oculta en heces, todas ellas
antes de llevarse al cabo deben de tomar en cuenta los siguientes aspectos:
Métodos cromogénicos: El paciente no debe de ingerir carnes rojas ni vísceras,
en un mínimo de 72 horas antes de recolectar la muestra. Medicamentos que contienen
fierro pueden originar pruebas falsa positivas.
Métodos inmunológicos: El paciente no requiere dieta.
Para proceder a la determinación, siga el procedimiento indicado por el fabricante de
acuerdo al equipo que se le proporcione (Hematest, Hemoccult, Hemosure).
2ª Sesión

3. EXAMEN COPROPARASITOSCÓPICO

Examen directo:

Con ayuda de una varilla de vidrio se recolecta de diferentes partes de la materia fecal y
se homogeneiza con una gota de Lugol. Elimine los detritos gruesos que impidan que el
cubreobjetos se deposite horizontal sobre la muestra. Después coloque un cubreobjetos
22X22mm N° 1 y observe al microscopio. Realice la búsqueda de formas parasitarias con
objetivo de 10X y realice la identificación con objetivo 40X. Utilice la micrometría como
una herramienta más para la identificación de los parásitos.
NOTA: Si agrega poca muestra, la probabilidad que encuentre parásitos será mínima, si
agrega demasiada muestra no permitirá el paso de la luz del microscopio. En la práctica
se recomienda que se agregue muestra en cantidad que permita leer un texto a través de
la preparación.

4. METÓDOS DE CONCENTRACIÓN

SE LES PROPORCIONARÁ UNA MUESTRA POSITIVA POR SECCIÓN, A LA CUAL


SE LE REALIZARÁ UN EXAMEN DIRECTO, CONCENTRACIÓN POR FLOTACIÓN Y
SEDIMENTACIÓN.
Con el fin de comparar los 3 métodos para el análisis de la muestra, se determinará
el rendimiento de formas parasitarias (promedio del número de formas parasitarias
observadas en 20 campos, por parásito y por método).
Coloque en DOS tubos de 13X100 5 mL de la muestra positiva, un tubo destinado
para la técnica de flotación y el otro para la de sedimentación.

4.1 Técnica de Flotación (sulfato de zinc):


1. Coloque la suspensión en un tubo de 13X100 y centrifugue a 500 x g durante 10
minutos. El sedimento obtenido deberá tener una altura aproximada de 0.5 cm a 1 cm.
2. Repita el lavado si es necesario hasta obtener un sobrenadante claro. (no lavar más de
2 veces).
3. Agregue al último sedimento 1 mL de solución de sulfato de zinc densidad 1.18 (2.1 ºB
para heces sin fijar) y resuspenda con agitación, o con ayuda de un aplicador.
Muestras previamente fijadas con formol al 10% requiere el empleo de Sulfato de zinc
densidad 1.2 ºB.
4. Llene el tubo con la solución de sulfato de zinc a 3 mm del borde del tubo y centrifugue
a 500 X g durante 2 minutos.
5. Deje reposar el tubo de 3 a 4 minutos, coloque el tubo en la mesa para reordenar la
película superficial.
6. Obtenga exclusivamente la película superficial utilizando una asa microbiológica,
doblada en “L” a 90º recién flameada y fría, (o con pipeta Pasteur), retire 3 o 5 asadas
del centro de la película superficial o con mas solución de sulfato de zinc formar un
menisco y con ayuda del cubreobjetos por oposición tomar la película superficial,
colóquelo en un portaobjetos previamente agregada una gota de Lugol, y observe con
objetivos “secos”.
7. Decante el tubo y ahora en otro extremo del portaobjetos observe el sedimento.
PRECAUCIÓN: Al tomar la película superficial “Toque” con el asa, cuidando de no
sumergir el asa debajo de la superficie de la suspensión.

4.2 Técnica de Sedimentación con éter sulfúrico o acetato de etilo:

1. Coloque la suspensión en un tubo de 13x100 y centrifugue a 500 Xg durante 10


minutos. El sedimento obtenido deberá tener una altura aproximada de 0.5 cm a 1 cm.
2. Si el sobrenadate no es claro repita el lavado.
3. Agregue al último sedimento 2 mL de formol al 10%, homogeneice.
4. Agregue 3 mL de éter sulfúrico o acetato de etilo, tape con un tapón de hule y agite
vigorosamente por 30 segundos, (destape con cuidado).
5. “DESTAPE CON CUIDADO”
6. Centrifugue la suspensión nuevamente durante 10 minutos a 500 Xg.
7. Observe cuatro fases, una de éter, una de materia fecal, una de formol y el sedimento,
con un aplicador de madera desprenda la capa de heces y decante.
Coloque una gota del sedimento en un portaobjetos, adicione una gota de Lugol,
homogeneice con el cubreobjetos y finalmente deposítelo horizontalmente.
8. Observe a 10 y 40X.

NOTA: Se debe determinar la velocidad de cada centrífuga en r.p.m., para alcanzar 500
Xg (g es la abreviatura de gravedad, que es la aceleración a la que se somete un cuerpo
cuando se dirige al centro de la tierra) para lo cual se mide la distancia del eje de la
centrifuga al fondo del tubo (cm), sin importar si es de ángulo fijo o de columpio y se
consulta la siguiente tabla adjunta: Nomograma para calcular el valor de la Fuerza
Centrífuga Relativa (FCR) (ver página122)

DESECHO DE MATERIAL INFECCIOSO O POTENCIALMENTE INFECCIOSO.


A todo recipiente que contenga materia fecal, deberá agregar una cantidad suficiente de
hipoclorito de sodio al 5% y se homogeneizará adecuadamente dejándolo actuar un
mínimo de 3 horas, para posteriormente vaciar el material directamente al desecho de
aguas negras.

Informe:

1. Esquematice las formas parasitarias identificadas en las muestras, guarde las


proporciones
entre éstos y compárelos con los que se encuentran en la bibliografía.
2. Con ayuda de bibliografía haga esquemas de los artefactos observados
3. Consulte los métodos para la determinación de sangre oculta de cromogénicos e
inmunológicos y mencione 2 ventajas y 2 desventajas de cada uno.
4. Explique el fundamento de las técnicas coproparasitoscópicas practicadas y compare
los
rendimientos de formas parasitarias obtenidos, las ventajas y desventajas de ambas
técnicas.
5. Describa una técnica coproparasitoscópica cuantitativa y anote la utilidad que podría
tener
en el diagnóstico de las parasitosis intestinales.
6. Cuál es la utilidad del examen coprológico.
7. Escriba la discusión de sus resultados y conclusiones.
8. Anote, al menos, tres referencias bibliográficas relacionadas con el tema.
Nomograma para calcular el valor de la Fuerza Centrífuga Relativa (FCR)
Para calcular el valor de la FCR en cualquier punto a lo largo del tubo (o botella), mida el radio, en
mm, del centro del huso de la centrífuga al punto particular. Trace una línea del valor del radio en
la columna de la mano izquierda a la velocidad de la centrífuga apropiada en la columna de la
mano
derecha. El valor de RCF es el punto donde la línea cruza la columna del centro. El nomograma
está
basado en la fórmula:
r = El Radio en mm del centro de la centrífuga al fondo del tubo.
N = la Velocidad de huso en la rpm
RCF = (11.17 X 10-7) r N2
RCF = (0.000001117)

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